OKB e TKB: métodos de membrana e titulação. Microbiologia Sanitária da Água

Indicadores organolépticos

Cheiroágua natural é causada por substâncias odoríferas voláteis que entram na água naturalmente ou com esgoto. Fontes contendo apenas matéria inorgânica podem cheirar a sulfeto de hidrogênio. A intensidade do cheiro é estimada em pontos em uma escala de cinco pontos, determinada a uma temperatura da água de 20°C. De acordo com o GOST, a água potável pode cheirar até 2 pontos.

O principal cheiro nas nascentes estudadas é o sulfeto de hidrogênio. A fonte de sulfeto de hidrogênio em águas naturais são os processos de recuperação que ocorrem durante a decomposição bacteriana e oxidação bioquímica de substâncias orgânicas de origem natural e substâncias que entram em corpos d'água com águas residuais. O sulfeto de hidrogênio é encontrado nas águas de nascentes na forma de moléculas H2S não dissociadas e íons hidrossulfato HS. A presença de sulfeto de hidrogênio na água é um indicador de sua severa poluição e condições anaeróbicas. É a razão da impossibilidade do seu consumo, uma vez que o sulfureto de hidrogénio tem uma elevada toxicidade, um mau cheiro, que piora drasticamente as propriedades organolépticas da água, tornando-a imprópria para o abastecimento de água potável, para fins técnicos e económicos.

Croma devido ao teor de compostos orgânicos coloridos na água, à presença de compostos húmicos, ao teor de ferro férrico, à lixiviação de várias substâncias dos solos e à entrada de águas residuais contaminadas. Substâncias húmicas - resultado da decomposição de resíduos vegetais - colorem a água, dependendo da concentração, amarela ou marrom. O grau de cor é expresso em graus da escala platina-cobalto. A cor alta ou aumentada afeta negativamente o desenvolvimento dos organismos vivos, piora as condições para a oxidação do ferro dissolvido na água.

O padrão de cores de acordo com SanPiN é de 30 graus.

Turbidez de acordo com os padrões SanPiN, não deve exceder 1,5 mg / l. A turbidez da água nas nascentes depende na maioria das vezes da presença de partículas suspensas de lodo, argila fina, alto teor de ferro total e várias outras substâncias, muitas vezes associadas a locais pouco desenvolvidos ou mal equipados de saída de nascentes e tanques de armazenamento de água, e baixas vazões das nascentes.

Índice de hidrogênio (pH)é um valor que caracteriza a atividade da concentração de íons de hidrogênio em soluções e é numericamente igual ao logaritmo decimal negativo dessa atividade ou concentração, expresso em mol/dm3:

Se a água a 22°C contém 10-7,2 mol/dm3 de íons de hidrogênio (H+), então ela terá uma reação neutra; com menor teor de H +, a reação será alcalina, com maior teor, será ácida. Assim, em pH = 7,2 a reação da água é neutra, em pH 7,2 é alcalina.

O valor do pH desempenha um papel importante na determinação da qualidade da água. Em águas fluviais e de nascente, seu valor varia de 6 a 8,5. A concentração está sujeita a flutuações sazonais - no inverno geralmente é 6,8 - 7,4, no verão - 7,4 - 8,2.

A concentração de íons de hidrogênio é de grande importância para os processos químicos e biológicos que ocorrem em águas naturais. Determina o desenvolvimento e a atividade vital das plantas aquáticas, a estabilidade das várias formas de migração dos elementos, o grau de agressividade da água em relação aos metais, concreto, etc.

Para uma pessoa, as águas ligeiramente ácidas (pH - 6,7 - 6,8) parecem ser mais saborosas do que as alcalinas, portanto, as águas frias do inverno são "mais saborosas" do que as águas quentes do verão.

Indicadores generalizados

Rigidez- uma propriedade da água natural, determinada pela presença nela de sais dissolvidos de metais alcalino-terrosos - cálcio, magnésio e alguns outros. As principais características que determinam a dureza da água é a presença de íons cálcio e magnésio na água. O limite superior de dureza da água potável em sistemas de abastecimento de água, de acordo com as normas sanitárias atuais, não deve exceder 7-10 mg * eq / l. Um miliequivalente de dureza corresponde a 20,04 mg/l Ca2+ ou 12,16 mg/l Mg2+. Quando a água é fervida por um longo tempo, o dióxido de carbono é liberado e um precipitado consistindo de carbonato de cálcio precipita, enquanto a dureza da água diminui. Portanto, utiliza-se o termo “dureza temporária ou removível da água”, entendendo-se a presença de sais hidrocarbonados na água, que podem ser removidos da água fervendo por uma hora. A dureza da água que permanece após a fervura é chamada de constante.

A dureza da água natural varia muito. No mesmo corpo d'água, seus valores mudam conforme o tempo.

As águas naturais são classificadas pela dureza total da seguinte forma:

Muito suave - até 1,5 mmol/dm3

Suave - 1,5 - 3,0 mmol/dm3

Moderadamente duro -3,0 - 6,0 mmol/dm3

Rígido - 6,0 - 9,0 mmol/dm3

Muito duro > 9,0 mmol/dm3.

De acordo com o padrão atual, a dureza da água potável não deve exceder 7 mmol/dm3. Para beber, é permitido o uso de água relativamente dura, pois a presença de sais de cálcio e magnésio não é prejudicial à saúde e não prejudica o sabor da água.

Estudos recentes descobriram que a água dura, rica em sais de cálcio e magnésio, sobrecarrega os rins e pode causar a formação de cálculos renais. O mais favorável para o corpo humano é a água com uma dureza de 3-4,5 mmol/dm3. Água com baixa dureza libera sais do corpo e então há uma ameaça de osteoporose. Por outro lado, existem estudos que mostram uma redução no risco de doenças cardiovasculares com o consumo constante de água com alta dureza.

Resíduo secoé a soma de todas as impurezas da água, determinada pela evaporação da amostra. O resíduo seco caracteriza a mineralização geral da água. A água própria para abastecimento de água não deve ter salinidade superior a 1000 mg/dm3. De acordo com o grau de mineralização da água, costuma-se subdividir em quatro grupos: ultra-fresco com teor de sal de até 200 mg / dm3, fresco - de 200 a 500, mineralização aumentada - de 500 a 1000 e alta salinidade - acima de 1000 mg/dm3.

Com o aumento do teor total de sal, a condutividade elétrica da água aumenta e isso leva a uma aceleração dos processos de corrosão. O aumento da concentração de sal pode levar a uma diminuição da vegetação e do oxigênio.

substâncias inorgânicas

Nitritos (NO2-) em águas naturais são encontrados em conexão com a decomposição de substâncias orgânicas e sua nitrificação. Os nitritos são componentes instáveis das águas naturais. Sua concentração mais alta (até 10-20 mg/dm3 de nitrogênio) é observada durante a estagnação do verão. Com uma concentração suficiente de oxigênio, o processo de oxidação prossegue sob a ação de bactérias, e os nitritos são oxidados em nitratos.

O aumento do teor de nitritos indica a presença de processos de decomposição de substâncias orgânicas em condições de oxidação lenta de NO2- a NO3-, o que indica poluição do corpo d'água com substâncias orgânicas, ou seja, é um importante indicador de saúde.

MPC para nitritos na água potável é de 3,0 mg/dm3.

Nitratos (NO3-)- compostos de ácido nítrico. A presença de íons nitrato em águas naturais está associada a processos intra-aquáticos de nitrificação de íons amônio na presença de oxigênio sob a ação de bactérias nitrificantes.O teor de nitratos aumenta no outono e atinge um máximo no inverno. Um aumento do teor de nitratos indica uma deterioração das condições sanitárias do corpo de água. Ao mesmo tempo, os nitratos são a forma menos tóxica de todos os compostos de nitrogênio (nitritos, amônio) e só podem ser prejudiciais à saúde em concentrações muito altas.

MPC para nitratos na água potável é de 45 mg/dm3.

cloretos- os íons cloreto são os principais íons da composição química das águas naturais. A concentração de cloretos nas nascentes varia de frações de miligrama a centenas e milhares por 1 dm3.

A fonte primária de cloretos em águas naturais são as rochas ígneas, que incluem minerais contendo cloro (sodalita, clorapatita, etc.). Uma quantidade significativa de cloretos entra nas águas naturais do oceano através da atmosfera. Os cloretos têm uma alta capacidade de migração, uma fraca capacidade de sorção em sólidos suspensos e de serem consumidos por organismos aquáticos.

O aumento do teor de cloretos piora o sabor da água e a torna inadequada para abastecimento de água potável. A concentração de cloretos nas águas superficiais está sujeita a flutuações sazonais perceptíveis, correlacionadas com mudanças na salinidade da água. MPC para cloretos é de 350 mg/dm3.

sulfatos- o conteúdo natural de sulfatos nas águas subterrâneas deve-se ao intemperismo das rochas e aos processos bioquímicos que ocorrem nos aquíferos. Alguns deles vêm em processo de morte de organismos e oxidação de substâncias de origem vegetal e animal. O aumento do teor de sulfatos piora as propriedades organolépticas da água e tem efeitos fisiológicos adversos no corpo humano.

Sob condições aeróbicas, os sulfatos não mudam, enquanto sob condições anaeróbicas, os sulfatos são reduzidos por bactérias redutoras de sulfato a sulfetos, que então precipitam principalmente na forma de sulfeto de ferro. Este processo é observado em tanques e poços de armazenamento de água de nascente, se são pouco utilizados, e a água fica estagnada neles.

MPC em água potável até 500 mg/dm3.

Compostos de ferro quase sempre presente em águas naturais. As formas da presença de ferro na água são diversas. No estado bivalente, o ferro pode estar presente na água apenas em baixos valores de pH e Eh. Deve-se notar que apenas o ferro ferroso pode ser absorvido pelo organismo, e não sua forma trivalente mais comum.

Os compostos de ferro estão presentes na água na forma dissolvida, coloidal e não dissolvida.

O aumento do teor de mais de 1 mg/dm3 de ferro na água potável piora a qualidade da água e a possibilidade de seu uso para fins alimentícios. O excesso de ferro na dieta pode causar inúmeros efeitos adversos no organismo.

A análise da água é geralmente realizada de acordo com os seguintes parâmetros:

Parâmetro	Unidades
Parâmetro	Unidades


Croma
Turbidez	UMF / mg/l

Permanganato de oxidabilidade
Resíduo seco
Condutividade




Dureza geral
Alcalinidade
Bicarbonatos
sulfatos

Sais de amônio (NH4)
Nitritos (por NO2)
Nitratos (de acordo com NO3)
Alumínio

Berílio

Ferro (total)
Ferro Fe++


Silício (em Si)

Manganês

Molibdênio

Produtos petrolíferos



sulfato de hidrogênio


Estrôncio
Dióxido de carbono
Sem cloro residual
Cloro residual ligado

Fosfatos (em PO4)

indicadores microbiológicos

OKB- o teor de bactérias coliformes comuns na água é um indicador da qualidade da água potável. Eles são fáceis de detectar e quantificar, por isso há muitos anos são usados como uma espécie de indicador da qualidade da água.

OKB é uma qualificação internacional e fazem parte de um grande grupo de BGKP (bactérias do grupo Escherichia coli). O teor de OKB na água pode ser determinado por dois métodos: o método dos filtros de membrana e o método de titulação (fermentação).

Investigação de água pelo método de filtros de membrana. O método baseia-se na filtragem de um determinado volume de água através de filtros de membrana, cultivo em meio de diagnóstico diferencial e posterior identificação de colônias por características culturais e bioquímicas.

Método de titulação para o estudo da água. O método baseia-se no acúmulo de bactérias após a inoculação de um determinado volume de água em meio nutriente líquido, seguida de reinoculação em meio de diagnóstico diferencial e identificação de colônias por meio de cultura e testes bioquímicos.

Os "organismos coliformes" pertencem a uma classe de bactérias gram-negativas em forma de bastonete que vivem e se multiplicam no trato digestivo inferior de humanos e muitos animais de sangue quente, como gado e aves aquáticas, capazes de fermentar lactose a 35-37 C a formam ácido, gás e aldeído. Uma vez na água com efluentes fecais, eles são capazes de sobreviver por várias semanas, embora a grande maioria deles não tenha a capacidade de se reproduzir.

De acordo com estudos recentes, juntamente com as bactérias Escherichia (E.Coli), Citrobacter, Enterobacter e Klebsiela, normalmente atribuídas a esta classe, também pertencem a esta classe as bactérias Enterobacter cloasae e Citrobadter freundii capazes de fermentar a lactose. Essas bactérias podem ser encontradas não apenas nas fezes, mas também no meio ambiente e até mesmo na água potável com uma concentração relativamente alta de nutrientes. Além disso, isso inclui espécies que raramente ou não são encontradas nas fezes e são capazes de se reproduzir em água de boa qualidade.

TKB- bactérias coliformes termotolerantes. O número de TCB caracteriza o grau de contaminação fecal da água em corpos hídricos e determina indiretamente o perigo epidêmico em relação aos patógenos das infecções intestinais. TKB é determinado pelos mesmos métodos que BGKP (OKB).

OMC 37- contagem microbiana total. Determinar o número de bactérias patogênicas na análise biológica da água é uma tarefa difícil e demorada; como critério de contaminação bacteriológica, utiliza-se o número total de bactérias formadoras de colônias (Unidades Formadoras de Colônias - UFC) em 1 ml de água .

Nº p/p	Indicador, unidades de medida	*Padrões, não mais**							Comente
		SanPiN 2.1.4.1175-02	GN 2.1.5.1315-03	SanPiN 2.1.4.1116-02		WHO	UE	EUA
		SanPiN 2.1.4.1175-02	GN 2.1.5.1315-03	primeira categoria.	mais alto categoria	WHO	UE	EUA
1	2	4	5	6	7	8	9	10	11
1	cheiro, pontos a 20°C	3	–	0	0	0	Aceitável para o consumidor sem alterações anômalas	–	A intensidade do cheiro é estimada em uma escala de 5 pontos: 0 - sem cheiro, 1 - muito fraco (detectado por um especialista experiente), 2 - fraco (detectado se você prestar atenção), 3 - perceptível (facilmente detectável), 4 - distinto (chama a atenção e torna a água desagradável para beber), 5 - muito forte (não potável)
2	a 60°C	–	–	1	0	–		–
3	Sabor (a 20°C), pontos	3	–	0	0	0		–	A intensidade do sabor é avaliada em uma escala de 5 pontos (veja o indicador nº 1 "Olfato")
4	pH	Dentro de 6-9	–	Dentro de 6,5-8,5		6,5-8,5	6,5-9,5	6,5-8,5	Dependendo do pH, as águas naturais são divididas em grupos: fortemente ácido (pH<3), кислые (3–5), слабокислые (5–6,5), нейтральные (6,5–7,5), слабощелочные (7,5–8,5), щелочные (8,5-9,5), сильнощелочные (>9,5).
5	Eh, mV	–	–	–		–	–	–	O potencial redox reflete o tipo de ambiente geoquímico. Existe a seguinte zonalidade vertical de águas subterrâneas: água oxigenada (Eh>200 mV), água livre de oxigênio e livre de sulfeto (Eh=200–100 mV), água sulfídica (Eh<100 мВ, а чаще менее 0 мВ). De Eh e pH depende da solubilidade e das formas de migração na água de vários elementos, a atividade vital dos microrganismos. Ambos os indicadores devem ser determinados imediatamente após a amostragem.
6	Condutividade elétrica a 25°С, µS/cm	–	–	–		–	2500	–	Pela condutividade elétrica, pode-se julgar aproximadamente o conteúdo total de sais minerais dissolvidos na água.
7	Cromaticidade, °	30	–	5	5	15	20	15	Este indicador caracteriza a intensidade da cor da água e é expresso em graus na escala cromo-cobalto. A presença de cor em águas naturais geralmente se deve a substâncias húmicas ou sais de ferro dissolvidos nelas. As águas dos mananciais são divididas por cor em cor baixa (até 35°), cor média (de 35 a 120°), cor alta (> 120°).
8	Turbidez "de acordo com formazina", EMF	3,5	–	1,0	0,5	4,9	4,0	5	A turbidez da água é causada por partículas suspensas maiores que 100 nm.
9	Rigidez em geral, mg-eq/l	10	–	7	Dentro de 1,5-7,0	10	–	–	Prazo rigidez determina as propriedades que os compostos de cálcio e magnésio dissolvidos nele conferem à água. Por dureza, a água é dividida em muito mole (<1,5 мг-экв/л), мягкие (1,5–3), умеренно жесткие (3–5,4), жесткие (5,4–10,7), очень жесткие (>10,7). No aspecto doméstico, a água com dureza aumentada (> 8 mg-eq/l) é desfavorável devido à formação de incrustações, aumento do consumo de detergentes e má cocção de carnes e legumes. O padrão para a utilidade fisiológica da água potável em termos de sais de dureza é de 1,5 a 7,0 mg-eq / l.
	Principais íons:
10	Bicarbonatos (HCO3-), mg/l	–	–	400	Dentro de 30-400	–	–	–	O padrão para a utilidade fisiológica da água potável em termos de bicarbonatos é de 30 a 400 mg / l.
11	sulfatos (SO42-), mg/l	500	500 (LPV - org., classe de perigo 4)	250	150	250	250	250	A presença de uma grande quantidade de sulfatos na água é indesejável, pois 1) pioram seu sabor (na presença de sulfatos na forma de MgSO4, ocorre um sabor amargo, na forma de CaSO4 - adstringente), 2) possuem propriedades laxativas (na presença de sulfatos na forma de Na2SO4), 3) levam à formação de espuma na superfície da água.
12	cloretos (Сl-), mg/l	350	350 (organizador, 4)	250	150	250	250	250	Concentrações elevadas de cloretos pioram o sabor da água (na presença de íons de sódio, eles dão um sabor salgado).
13	Cálcio (Ca2+), mg/l	–	–	130	Dentro de 25-80	–	100	–	O padrão de utilidade fisiológica para o cálcio é de 25 a 130 mg/l.
14	Magnésio (Mg2+), mg/l	–	50 (organizador, 3)	65	Dentro de 5-50	–	50	–	A concentração de magnésio foi obtida por cálculo a partir dos resultados da determinação da dureza e do cálcio. O padrão de utilidade fisiológica do magnésio é de 5 a 65 mg/l.
15	Sódio (Na+), mg/l	–	200 (s-t, 2)	200	20	200	200	–
16	Ferro total, mg/l	–	0,3 (organizador, 3)	0,3	0,3	0,3	0,2	0,3	Quando o teor de ferro total na água é superior a 1-2 mg / l (ferro ferroso - mais de 0,3 mg / l), começa a dar à água um sabor adstringente desagradável. Os compostos de ferro coloidal dão à água uma cor (de tons amarelados a esverdeados). Quando em contato com o oxigênio atmosférico, a água com alto teor de ferro torna-se turva devido à precipitação de partículas sólidas de Fe (OH) 3 . O consumo humano a longo prazo de água com alto teor de ferro pode levar a doenças do fígado (hemossiderite), reações alérgicas, formação de cálculos renais e também aumenta o risco de ataques cardíacos e doenças do sistema esquelético.
17	Manganês, mg/l	–	0,1 (organizador, 3)	0,05	0,05	0,5	0,05	0,05	Tanto o ferro ferroso quanto o manganês pioram o sabor da água mesmo em seu baixo teor. Quando o teor de manganês é superior a 0,5 mg/l, a água adquire um sabor desagradável. O excesso de manganês é perigoso para a saúde: seu acúmulo no organismo pode levar à doença de Parkinson. É geralmente aceito que o teor total de ferro e manganês na água potável não deve exceder 0,5-1,0 mg/l.
18	Flúor, mg/l		1,5 (s-t., 2)	1,5	Na faixa de 0,6-1,2	1,5	Na faixa de 0,7-1,5	4,0	O padrão de utilidade fisiológica está na faixa de 0,5 a 1,5 mg / l. Em concentrações acima de 1,5 mg/l, pode causar fluorose dentária, e acima de 4 mg/l, doença óssea grave.
19	Amônio (N–NH4+), mg/l	–	1,5 para a soma de amônia (NH3) e amônio (NH4) (organizador, 4)	0,1	0,05	1,5	0,5	–	Substâncias contendo nitrogênio (íons amônio, íons nitrito e nitrato) são formadas na água principalmente como resultado da decomposição de compostos proteicos que quase sempre entram nela com águas residuais domésticas ou efluentes de gado. O íon amônio, como o íon nitrito, é um bom indicador de poluição orgânica da água. As águas dos pântanos também podem ser uma fonte de compostos de nitrogênio. Neles, o íon amônio é formado devido à redução de nitratos por compostos de húmus.
20	Nitrito (NO2-), mg/l	–	3,3 (s-t., 2)	0,5	0,005	3,0	0,5	3,3	Os nitritos são uma etapa intermediária nos processos bacterianos de oxidação de amônio a nitratos (em condições aeróbicas) ou, inversamente, a redução de nitratos a amônio (em condições anaeróbicas). A presença de íons nitrito geralmente indica uma contaminação orgânica existente da água.
21	Nitratos (NO32-), mg/l	45	45 (s-t., 3)	20	5	50	50	44	A origem dos nitratos nas águas subterrâneas é inorgânica - devido à lixiviação de minerais contendo nitrogênio (por exemplo, salitre) - ou orgânica, quando os nitratos são o produto final da mineralização de substâncias orgânicas. Neste último caso, a presença do íon nitrato indica a poluição anterior da água com resíduos orgânicos e, se presente junto com nitritos e amônio, indica a poluição que existe atualmente. Se for necessário usar essa água para consumo, é necessária a análise bacteriológica. Na presença de mais de 50 mg / l de nitratos na água, observa-se uma violação da função oxidativa do sangue - metemoglobinemia.
22	fosfatos, (PO43-), mg/l	–	3,5 para polifosfatos (org., 3)	3,5	3,5	–	–	–	Nas águas subterrâneas, o teor de fosfatos é geralmente baixo. Com alto teor de fosfatos, pode-se concluir que a água contém impurezas de fertilizantes, componentes de águas residuais domésticas (principalmente detergentes) e biomassa em decomposição.
23	Mineralização geral, mg/l	1500	–	1000	Em pré-casos 200-500	–	–	500	O padrão de utilidade fisiológica é de 100 a 1000 mg/l. O valor da mineralização caracteriza o conteúdo total na água mineral substâncias. Neste caso, a mineralização total é obtida como a soma aritmética das quantidades de todos os íons contidos na água de teste. As águas com mineralização superior a 1000 mg/l são classificadas como mineralizadas. O limite inferior de mineralização, no qual não há lixiviação de sais do corpo, corresponde a um valor de 100 mg/l. O nível ideal de mineralização da água potável está na faixa de 200 a 500 mg/l.
24	Resíduo seco, mg/l	1500	–	1000	Dentro de 200-500	–	–	500	O resíduo seco é um indicador condicional que determina o teor de impurezas dissolvidas e coloidais remanescentes durante a evaporação da água. Foi obtido por evaporação da água filtrada através de um filtro de membrana com tamanho de poro de 0,45 μm.
25	Oxidabilidade do permanganato, mg О2/l	7	–	3	2	–	5	–	A oxidabilidade é um dos indicadores indiretos da quantidade contida na água orgânico substâncias. O permanganato de potássio normalmente oxida 25-50% da matéria orgânica contida na água.
26	Produtos petrolíferos	–	0,3	0,05	0,01	–	–	–	Os produtos petrolíferos na análise da água são convencionalmente considerados apenas hidrocarbonetos apolares e de baixa polaridade, solúveis em hexano, que compõem a maior parte do óleo. Os produtos petrolíferos foram determinados pelo método fluorimétrico no analisador de líquidos Fluorat-02.

Com este método de análise de água, uma certa quantidade de água é passada através de uma membrana especial com um tamanho de poro de cerca de 0,45 mícron. Como resultado, todas as bactérias presentes na água permanecem na superfície da membrana. Depois disso, a membrana com bactérias é colocada por um certo tempo em um meio nutritivo especial a uma temperatura de 30 a 37 ° C. Durante esse período, chamado de período de incubação, as bactérias têm a oportunidade de se multiplicar e formar colônias bem definidas que já são fáceis de contar. Como resultado, você pode observar isso: Ou até mesmo essa foto:

Uma vez que este método de análise da água envolve apenas a determinação do número total de bactérias formadoras de colônias de diferentes tipos, seus resultados não podem julgar inequivocamente a presença de micróbios patogênicos na água. No entanto, uma alta contagem microbiana indica uma contaminação bacteriológica geral da água e uma alta probabilidade da presença de organismos patogênicos.

Ao analisar a água, é necessário controlar não só o teor de produtos químicos tóxicos, mas também o número de microrganismos que caracterizam a contaminação bacteriológica da água potável. TMF é o número microbiano total. Na água de abastecimento centralizado, este número deve não exceda 50 UFC/ml, e em poços, poços - não mais de 100 UFC/ml

A pesquisa sanitária e microbiológica da água é realizada em um
ordem para fins de vigilância em curso, bem como para fins epidemiológicos especiais
testemunho kim. Os principais objetos dessa pesquisa são:

- água potável do abastecimento central de água (água da torneira);

- água potável de abastecimento não centralizado;

— água de fontes superficiais e subterrâneas;

- águas residuais;

- água das zonas costeiras dos mares;

- Água da piscina.

Os principais indicadores para avaliar o estado microbiológico da água potável de acordo com os documentos normativos vigentes são:

1. Contagem microbiana total (TMC) - o número de bactérias mesófilas em 1 ml de água.

Se o título- o menor volume de água (em ml) em que pelo menos um vivente
célula microbiana relacionada ao BGKP.
Índice BGKP- a quantidade de BGKP em 1 litro de água.

3. O número de esporos de clostrídios redutores de sulfito em 20 ml de água.

4. Número de colifagos em 100 ml de água.

A determinação do TMC permite avaliar o nível de contaminação microbiológica da água potável. Este indicador é indispensável para a detecção urgente de contaminação microbiana maciça.

Contagem microbiana total- este é o número de microrganismos aeróbios mesófilos e anaeróbios facultativos capazes de formar colônias em ágar nutriente a uma temperatura de 37 ° C e em 24 horas, visível em um aumento de duas vezes.

Ao determinar o número microbiano total, 1 ml da água de teste é adicionado a uma placa de Petri estéril e 10-12 ml de ágar nutriente derretido quente (44 ° C) é derramado. O meio é suavemente misturado com água, uniformemente e
sem bolhas de ar distribuindo-se pelo fundo do copo, em seguida, cubra com uma tampa e deixe solidificar. As culturas são incubadas em um termostato a 37 ° C por 24 horas. Conte o número total de colônias cultivadas em ambas as placas e determine o valor médio. O resultado final é expresso como o número de unidades formadoras de colônias (UFC) em 1 ml da água de teste. 1 ml de água potável não deve conter mais de 50 UFC

Definição de BGKP
Ao mesmo tempo, as bactérias coliformes comuns - OKB e bactérias coliformes termotolerantes - TKB são determinadas.

GKB são bastonetes gram-negativos não formadores de esporos que fermentam lactose em ácido e gás a 37°C por 24-48 horas. TKB estão entre os OKB, eles têm seus sinais, mas eu fermento a 44 ° C. Para a determinação de enterobactérias - o método de filtros de membrana ou titulação.

Número microbiano - o principal critério para avaliar o estado microbiológico da água potável, com base nos documentos normativos vigentes, é o TMC (total microbial number), que caracteriza o número de bactérias aeróbicas e anaeróbicas em um mililitro de água, formadas por dia a uma temperatura de 37 graus, em meio nutriente.

Indicadores de qualidade da água potável dos sistemas de abastecimento de água.

Este indicador é praticamente indispensável para a detecção rápida de contaminação microbiana maciça.

Por determinação do número microbiano total um mililitro da água de teste é adicionado a uma placa de Petri estéril e, em seguida, 10-15 ml de ágar nutriente quente (cerca de 44 ° C) é derramado em uma forma fundida. O meio é cuidadosamente misturado com água, distribuído uniformemente e sem bolhas de ar no fundo da placa, depois fechado com tampa e deixado na placa de Petri até solidificar. O mesmo é feito no outro copo. A semeadura em um termostato é incubada a uma temperatura de 37 ° C durante o dia. Em seguida, em dupla ampliação sob um microscópio, o número total de colônias cultivadas em duas xícaras é contado e o valor médio é determinado. Em 1 ml de água potável não deve ser superior a 50 UFC.

(método principal)

O método baseia-se na filtragem de um determinado volume de água (300 ml) através de filtros de membrana, cultivo em meio de diagnóstico diferencial com lactose (Endo) e posterior identificação das colônias por características culturais e bioquímicas.

Os filtros de membrana preparados para análise (fervidos ou esterilizados de outra forma) são colocados com pinças estéreis no funil do aparelho de filtro. Um volume medido de água é despejado no funil do dispositivo e um vácuo é criado. Após a filtração, o filtro é removido e colocado na superfície do meio nutriente Endo sem virar.

Um copo pode caber 3 filtros. No estudo da água potável, 3 volumes de 100 ml são filtrados. ao analisar água de qualidade desconhecida, é aconselhável filtrar outros volumes de água para obter colônias isoladas no filtro (10,40, 100 e 150 ml).

Os pratos de filtro são incubados de cabeça para baixo em uma incubadora a t 37°C por 24 horas.

Se não houver crescimento nos filtros ou colônias atípicas membranosas, mofadas e embaçadas cresceram, elas dão um resultado negativo. OKB e TKB ausentam-se em 100 ml da água estudada.

Com o crescimento de colônias positivas para lactose isoladas típicas (vermelho escuro com impressões no verso do filtro) nos filtros, seu número é contado e elas começam a confirmar sua pertença ao OKB e TKB.

O exame microscópico de esfregaços de 3-4 colônias coradas por Gram é realizado (as Gram-negativas são levadas em consideração);

A presença de oxidase é determinada (os oxidase-negativos são levados em consideração, uma vez que os bastonetes gram-negativos oxidase-positivos não pertencem a enterobactérias, mas podem ser, por exemplo, pseudomonas);

A fermentação da lactose em ácido e gás é determinada a uma temperatura de 37°C, o que é importante para colônias levemente coloridas e sua relação com TKB, e a uma temperatura de 44 ± 0,5°C, para decidir se pertencem a TKB.

Configurando um teste de oxidase

Em papel umedecido com solução alcoólica de α-naftol a 1% e solução aquosa de dimetilfenilenodiamina a 1%, uma parte da colônia colorida é aplicada com uma alça de platina ou uma vareta de vidro. a reação é considerada positiva se dentro de 1 minuto, no máximo 4 minutos, aparecer uma cor azul ou roxa. As colônias positivas para oxidase não são levadas em consideração e não são submetidas a pesquisas adicionais.

É possível transferir o filtro com colônias para o papel umedecido com o reagente. Você pode usar sistemas de papel prontos (NIBs) umedecidos com água destilada.

Parte das colônias de bactérias gram-negativas oxidase-negativas são testadas quanto à capacidade de fermentar a lactose. Isso usa um meio semi-líquido com lactose e um indicador de pH. A semeadura é feita por injeção no fundo em 2 tubos de ensaio. Um é incubado a uma temperatura de 37 ± 1 ° C por 24-48 horas para confirmar a relação com TKB, o outro a uma temperatura de 44 ± 0,5 ° C por 24 horas, o registro é possível após 4-6 horas para confirmar a presença de TKB.

Ao sobrepor as colônias no filtro, elas são peneiradas e as colônias isoladas resultantes são identificadas. As colônias são contadas como OKB - se estiverem vermelhas no Endo, elas contêm bastonetes gram-negativos oxidase-negativos que decompõem a lactose a uma temperatura de 37 ° C em ácido e gás. As colônias são contadas como TKB se contiverem bastonetes gram-negativos oxidase-negativos que fermentam a lactose a uma temperatura de 44°C em ácido e gás (Esquema No. 2).

ESQUEMA № 2

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Contagem microbiana total

- água potável do abastecimento central de água (água da torneira);

- água potável de abastecimento não centralizado;

— água de fontes superficiais e subterrâneas;

- águas residuais;

- água das zonas costeiras dos mares;

- Água da piscina.

Os principais indicadores para avaliar o estado microbiológico da água potável de acordo com os documentos normativos vigentes são:

1. Contagem microbiana total (TMC) - o número de bactérias mesófilas em 1 ml de água.

Se o título- o menor volume de água (em ml) em que pelo menos um vivente
célula microbiana relacionada ao BGKP.
Índice BGKP- a quantidade de BGKP em 1 litro de água.

3. O número de esporos de clostrídios redutores de sulfito em 20 ml de água.

4. Número de colifagos em 100 ml de água.

A determinação do TMC permite avaliar o nível de contaminação microbiológica da água potável. Este indicador é indispensável para a detecção urgente de contaminação microbiana maciça.

Definição de BGKP
Ao mesmo tempo, as bactérias coliformes comuns - OKB e bactérias coliformes termotolerantes - TKB são determinadas.

Princípios de racionamento de água potável

O mesmo é feito no outro copo. A semeadura em um termostato é incubada a uma temperatura de 37 ° C durante o dia. Em seguida, em dupla ampliação sob um microscópio, o número total de colônias cultivadas em duas xícaras é contado e o valor médio é determinado. Em 1 ml de água potável não deve ser superior a 50 UFC.

8.1. Determinação do número total de microrganismos formando colônias em ágar nutriente

8.1.1. Definição do conceito de indicador

O método determina na água potável o número total de microrganismos mesófilos aeróbios e anaeróbios facultativos (FMC) capazes de formar colônias em ágar nutriente a uma temperatura de 37°C por 24 horas, visíveis com um aumento de 2 vezes.

8.1.2. Fazendo análise

De cada amostra são inoculados pelo menos dois volumes de 1 ml.

Após a mistura completa, as amostras de água são adicionadas 1 ml em placas de Petri estéreis, abrindo ligeiramente as tampas. Após a adição de água, (8-12) ml (por um copo com um diâmetro de 90-100 mm) de ágar nutriente fundido e resfriado a (45-49) ° C é derramado em cada copo após inflamar a borda do prato em em que está contido. Em seguida, misture rapidamente o conteúdo dos copos, distribuindo uniformemente por todo o fundo, evitando a formação de bolhas de ar, ficando o ágar nas bordas e tampa do copo. Este procedimento é realizado em uma superfície horizontal, onde as placas são deixadas até que o ágar solidifique.

O ágar fundido para o período de análise é colocado em banho-maria ou em um termostato que mantém uma temperatura de (45-49) °C.

Após a solidificação do ágar, as placas com as culturas são colocadas de cabeça para baixo em um termostato e incubadas a uma temperatura de (37 ± 1)°C por (24 ± 2) horas.

8.1.3. Resultados uniformes

Todas as colônias cultivadas na placa, observadas com ampliação de 2 vezes, são contadas. Apenas os pratos em que não cresceram mais de 300 colônias isoladas são levados em consideração.

O número de colônias em ambas as placas é somado e dividido por dois. O resultado é expresso como o número de unidades formadoras de colônias (UFC) em 1 ml da amostra de água de teste.

Se a contagem não for possível em uma das 2 placas, o resultado é dado com base na contagem de colônias em uma placa. Se duas placas apresentarem crescimento de colônias difusas que não cobrem toda a superfície da placa, ou mais de 300 colônias cresceram e o ensaio não puder ser repetido, conte o setor da placa e então recalcule toda a superfície. Nesses casos, o protocolo anota “o número de UFC/ml - aproximadamente”.

Se a contagem de colônias em placas não for possível, registre “crescimento contínuo” no protocolo.

8.2. Determinação de bactérias coliformes comuns e termotolerantes por filtração por membrana (método principal)

8.2.1. Definição do conceito de indicador

As bactérias coliformes comuns (CBC) são bastonetes Gram-negativos, oxidase-negativos, não formadores de esporos, capazes de crescer em meios diferenciais de lactose, fermentando lactose em ácido, aldeído e gás a uma temperatura de (37 ± 1) °C por ( 24-48) h.

8.2.2. Princípio do método

O método baseia-se na filtragem de um determinado volume de água através de filtros de membrana, cultivo de culturas em um meio nutriente diferencial com lactose e posterior identificação de colônias por propriedades culturais e bioquímicas.

8.2.3. Fazendo análise

8.2.3.1. Pedido de pesquisa

No estudo da água potável, são analisados 3 volumes de 100 ml.

Se forem obtidos resultados negativos estáveis, 300 ml de água podem ser filtrados através de um filtro.

Ao filtrar água de qualidade desconhecida, é aconselhável aumentar o número de volumes filtrados para obter colônias isoladas no filtro (por exemplo, 10, 40, 100, 150 ml de água).

O volume de água medido é filtrado através de filtros de membrana em conformidade com os requisitos estabelecidos no parágrafo 7.

Os filtros são colocados no meio Endo preparado de acordo com o parágrafo 5.4. Copos com filtros são colocados em um termostato de cabeça para baixo e incubados a uma temperatura de (37 ± 1) °C por (24 ± 2) horas.

Se não houver crescimento nos filtros ou as colônias forem membranosas, esponjosas, mofadas, transparentes, vagas, dão uma resposta negativa: ausência de OKB e TKB em 100 ml da água de teste. A análise é concluída após 24 horas.

Se for detectado crescimento de colônias positivas para lactose típicas isoladas nos filtros: vermelho escuro, vermelho com ou sem brilho metálico ou outro tipo de colônia semelhante com uma impressão na parte de trás do filtro, conte o número de colônias de cada tipo separadamente e proceder à confirmação da sua pertença à OKB e à TKB.

Para confirmar a presença de OKB, examine:

Todas as colónias se cresceram menos de 5 colónias nos filtros;

Pelo menos 3-4 colônias de cada tipo.

Para confirmar a presença de TKB, todas as colônias típicas são examinadas, mas não mais de 10.

Cada colônia isolada selecionada é examinada para:

A presença de atividade oxidase;

Afiliação de Gram (microscopia de uma preparação com coloração de Gram ou teste de Gregersen);

Fermentação da lactose em ácido e gás.

8.2.3.2. Configurando um teste de oxidase

Uma tira de papel de filtro é colocada em uma placa de Petri limpa e umedecida com 2-3 gotas do reagente de teste de oxidase de acordo com o parágrafo 5.7. Os sistemas de papel acabado são umedecidos com água destilada. Parte da colônia isolada com uma pasta de vidro ou uma alça de platina (alça de metal nicromo pode dar uma reação falso-positiva) é riscada no papel de filtro preparado. A reação é considerada positiva se uma coloração marrom-violeta (seção 5.7.1 opção 1) ou azul (seção 5.7.2 opção 2 e NIB oxidase) aparecer dentro de 1 min. Com uma reação negativa, a cor no local de aplicação da cultura não muda. Com um resultado positivo, esta colônia é excluída de novas pesquisas.

Se, ao examinar as colônias coradas em vermelho escuro, for obtido um resultado insuficientemente claro, é necessário transferir a cultura do meio Endo para o ágar nutriente. Após a incubação, o teste é repetido.

8.2.3.3. Determinação de pertencer a Gram

Um esfregaço é retirado da colônia oxidase-negativa, corado com Gram e examinado microscopicamente.

Em uma lâmina de vidro desengordurada com álcool, 1 gota de água destilada é aplicada em uma alça, uma pequena quantidade de cultura da colônia analisada é adicionada e espalhada sobre a superfície do vidro. O esfregaço é seco à temperatura ambiente e fixado três vezes através da chama do queimador. Uma tira de papel de filtro é aplicada à preparação e uma solução carbólica de genciana violeta é derramada sobre ela por (0,5-1) min, o papel é removido, a solução de Lugol é derramada por (0,5-1) min, a solução de Lugol é drenada e o vidro é lavado em álcool etílico por (0,5-1) minutos, até que o corante pare de sair. Em seguida, o vidro é cuidadosamente lavado com água e corado por (1-2) min com fucsina de Ziel, diluída 1:10 com água destilada. Depois de lavar e secar a preparação, o esfregaço é examinado microscopicamente.

A preparação de reagentes para coloração de Gram é descrita na Seção 5.9.

Microrganismos Gram-negativos são rosa, Gram-positivos são azuis. As bactérias coliformes são bastonetes gram-negativos.

A coloração de Gram pode ser substituída pelo teste de Gregersen, que dispensa o uso de óptica.

Teste de Gregersen: em uma gota de solução aquosa de KOH a 3% sobre uma lâmina de vidro, uma massa bacteriana retirada de um meio sólido é emulsificada. Após alguns segundos de agitação com a alça, a suspensão torna-se mucilaginosa e os fios mucosos se estendem atrás da alça, o que indica que a cultura ou colônia teste pertence a uma espécie gram-negativa. Nas bactérias gram-positivas, os fios de muco não são formados - a reação é negativa.

8.2.3.4. Determinação da fermentação da lactose

O resto da colônia gram-negativa isolada oxidase é semeada em paralelo em dois tubos de ensaio com meio de lactose (p. 5.6):

Para confirmar a presença de OKB, a cultura é incubada a uma temperatura de (37 ± 1) °C por 48 horas;

Para confirmar a presença de TKB, a inoculação é realizada em meio pré-aquecido a uma temperatura de (43-44) °C e incubado a uma temperatura de (44 ± 0,5) °C por 24 horas.

A contabilização primária para a formação de ácido e gás na confirmação de meios semilíquidos e NIB (seção 5.6) é possível após (4-6) horas. Se ácido e gás forem detectados, uma resposta positiva é dada. Na ausência de ácido e gás ou na presença apenas de ácido, tubos com culturas para contagem final de TKB são deixados até 24 horas. Tubos com colheitas para confirmar a presença de TTB após visualização após 24 horas e resultado negativo são deixados para a contagem final até 48 horas.

Se a colônia a ser examinada for de tamanho pequeno, subcultive-a em ágar nutriente inclinado e, após incubação por (18-24) horas, realize todos os testes de confirmação necessários.

8.2.3.5. Realize testes confirmatórios em sobreposição de colônias ou crescimento contínuo

Se colônias ou crescimento contínuo forem observados em parte ou em toda a superfície do filtro, faça um teste de oxidase colocando o filtro de membrana em um círculo de papel de filtro de diâmetro maior que o filtro, ricamente umedecido com o reagente, ou em um NIB oxidase disco umedecido com água destilada. Quando os primeiros sinais de uma reação aparecem, mas não mais de 5 minutos depois, o filtro de membrana é transferido de volta para o meio Endo. Após uma manifestação clara da reação, o resultado é determinado. Se aparecer uma cor castanho-violeta ou azul (dependendo do reagente utilizado), o teste de oxidase é considerado positivo.

Se todas as colônias nos filtros forem positivas para oxidase, elas não são levadas em consideração e dão uma resposta sobre a ausência de OKB e TKB e completam a análise.

Em caso de reação negativa de oxidase, a peneiração é realizada até que colônias isoladas sejam obtidas e sua pertença ao OKB e TKB seja confirmada de acordo com os parágrafos 8.2.3.3-8.2.3.4 (análise qualitativa).

8.2.4. Contabilidade de resultados

8.2.4.1. Colônias Gram-negativas são contadas como TBCs para um teste de oxidase negativo e fermentação de lactose a 37°C para produzir ácido e gás.

Colônias Gram-negativas são contadas como TKB em teste de oxidase negativa e fermentação de lactose a 44°C com produção de ácido e gás.

8.2.4.2. Na ausência de coliformes comuns e termotolerantes em todos os filtros, o resultado é registrado como “sem UFC de TCB em 100 ml” e “sem UFC de TCB em 100 ml”.

8.2.4.3. No caso de identificação de todas as colônias suspeitas crescidas, o número de unidades formadoras de colônias de TKB e TKB é contado em todos os filtros e o resultado da análise de UFC é expresso em 100 ml de água.

O cálculo é feito de acordo com a fórmula:

X é o número de colônias em 100 ml;

o volume de água filtrada pelos filtros nos quais a conta foi mantida;

a é o número total de colônias contadas nesses filtros.

1. Ao semear 3 filtros de 100 ml, duas colônias cresceram em 100 ml, não houve crescimento nos outros dois filtros. O número de coliformes totais ou termotolerantes seria:

UFC OKB (TKB) em 100 ml

2. Ao semear 10, 40, 100 e 150 ml em filtros com volume filtrado de 40 ml, cresceram 4 colônias isoladas, com volume filtrado de 100-3 OKB. Filtros com volumes de 10 ml e 150 ml estão crescidos demais e não estão sujeitos a contabilidade. O número total de colônias OKB (TKB) nos filtros onde foram obtidas colônias isoladas é somado e recalculado para um volume de 100 ml.

UFC em 100 ml

8.2.4.4. Se, durante uma verificação seletiva de colônias do mesmo tipo, forem obtidos resultados desiguais, os números de OKB ou TKB entre colônias desse tipo serão calculados de acordo com a fórmula:

, Onde

X é o número de bactérias confirmadas do mesmo tipo;

a é o número total de colônias desse tipo;

- número de testados;

c é o número de colônias com resultado positivo.

Os resultados da contabilização de cada tipo de colônia são somados e então calculados de acordo com as cláusulas 8.2.4.3-8.2.4.4.

8.2.4.5. O resultado final é dado: o número de UFC TCB em 100 ml, dos quais o número de UFC TCB em 100 ml.

Um resultado indicativo pode ser obtido pela detecção de colônias coliformes típicas no meio de Endo, formadas por bactérias gram-negativas oxidase-negativas. A resposta final é confirmada pelos resultados da fermentação da lactose.

8.2.4.6. Ao sobrepor colônias ou crescimento contínuo em todos os filtros (cláusula 8.2.3.5), em caso de confirmação de pertencer a OKB e TKB, é emitido um resultado qualitativo “OKB detectado em 100 ml”.

Se todas as colônias no filtro forem oxidase-positivas ou sua pertença ao OKB e TKB não for confirmada, a análise está concluída, o protocolo diz “filters bury”.

Em ambos os casos, a análise é repetida.

8.3. Determinação de bactérias coliformes comuns e termotoletais pelo método de titulação

8.3.1. Definição do conceito de indicador

Definição do conceito de indicadores OKB e TKB conforme cláusula 8.2.1.

8.3.2. Area de aplicação

O método de titulação pode ser usado:

Na ausência de materiais e equipamentos necessários para realizar a análise por filtração por membrana;

Ao analisar água com alto teor de sólidos em suspensão;

No caso da predominância de microflora estranha na água, o que impede a produção de colônias isoladas de bactérias coliformes comuns nos filtros.

8.3.3. Princípio do método

O método baseia-se no acúmulo de bactérias após a inoculação de um determinado volume de água em meio nutriente líquido, seguido de subcultivo em meio nutriente denso diferencial com lactose e identificação de colônias por meio de cultura e testes bioquímicos.

8.3.4. Fazendo análise

No estudo da água potável método qualitativo(supervisão sanitária e epidemiológica atual, controle de produção) inocular 3 volumes de 100 ml.

Ao estudar a água para o propósito quantificação OKB e TKB, quando reanalisados, inoculam: 3 volumes de 100 ml, 3 volumes de 10 ml, 3 volumes de 1 ml.

Cada volume da água de teste é inoculado em um meio lactose-peptona preparado de acordo com a cláusula 5.5. A inoculação de 100 ml e 10 ml de água é realizada em 10 e 1 ml de meio concentrado de lactose-peptona, a inoculação de 1 ml da amostra é realizada em 10 ml de meio de concentração normal.

As culturas são incubadas a (37 ± 1) °C durante 48 horas, não antes de 24 horas. incubação, é realizada uma avaliação preliminar das culturas. A partir dos recipientes, onde se observa a presença de crescimento (turbidez) e a formação de gás, uma alça bacteriológica é inoculada em setores do meio Endo (seção 5.4.1) para obter colônias isoladas.

Os recipientes sem crescimento e formação de gás são deixados em um termostato e finalmente examinados após 48 horas.Os cultivos sem sinais de crescimento são considerados negativos e não estão sujeitos a pesquisas adicionais. A partir dos recipientes onde se observa turbidez e formação de gás ou apenas turbidez, faz-se a semeadura nos setores do meio Endo.

As inoculações em meio Endo são incubadas a uma temperatura de (37 ± 1) °C por (18-20) horas.

Com a formação de turbidez e gás no meio de acumulação e o crescimento no meio Endo de colônias típicas de bactérias lactose-positivas: vermelho escuro ou vermelho, com ou sem brilho metálico, convexo com centro vermelho e impressão no nutriente meio, eles dão uma resposta positiva à presença de bactérias coliformes comuns em um determinado volume de amostra.

A presença do OKB deve ser confirmada:

Se apenas turbidez for observada no meio de acumulação;

Se pertencer a colônias lactose-positivas é questionável pelo pesquisador. Nesses casos:

Verifique se há uma impressão no meio de Endo após fazer o loop de uma colônia suspeita;

Realize o teste de oxidase de acordo com a cláusula 8.2.3.2;

Confirme pertencer ao Gram conforme cláusula 8.2.3.3;

A capacidade de formação de gás é confirmada pela inoculação de 1-2 colônias isoladas de cada tipo de cada setor no meio com lactose de acordo com a cláusula 5.6, seguida de incubação das inoculações a uma temperatura de (37 ± 1) ° C por ( 24-48) horas.

Na ausência de colônias isoladas, a peneiração é realizada no meio Endo por métodos bacteriológicos convencionais.

Uma resposta negativa é dada se:

Não há sinais de crescimento no ambiente de acumulação;

Não há crescimento nos setores do ambiente Endo;

Colônias não características de bactérias coliformes (transparentes com bordas irregulares, borradas, etc.) cresceram nos setores do meio Endo;

Todas as colónias foram positivas para oxidase;

Todas as colónias eram Gram-positivas;

Se a formação de gás não for observada no teste de confirmação no meio com carboidrato.

Para determinar bactérias coliformes termotolerantes trabalhe com setores do meio Endo onde as colônias positivas para lactose típicas cresceram. Semeando 2-3 colônias isoladas de cada tipo de cada setor em tubos de ensaio com qualquer um dos meios de lactose preparados de acordo com o parágrafo 5.6.

Antes da semeadura, o meio é aquecido em banho-maria ou em um termostato a 44 °C. Imediatamente após a inoculação, os tubos são colocados em um termostato e incubados a uma temperatura de (44 ± 0,5) °C por 24 horas, permitindo a visualização das inoculações após (4-6) horas.

Com a formação de gás no meio de acumulação, o crescimento de bactérias lactose-positivas no meio Endo, e a detecção da capacidade dessas bactérias de fermentar lactose em ácido e gás por 24 horas a uma temperatura de 44°C, eles dar uma resposta positiva à presença de uma amostra de água TKB neste volume. Em todos os outros casos, eles dão uma resposta negativa.

É aceitável acelerar a emissão de uma resposta à presença de TKB para inocular 1 ml dos volumes do meio de acumulação, onde a turbidez e a formação de gás são observadas em um tubo de ensaio com meio lactose-peptona com flutuador de acordo com cláusula 5.6 e pré-aquecido a uma temperatura de 44 ° C. As culturas são mantidas em um termostato a uma temperatura de (44 ± 0,5) ° C por 24 horas. Se forem detectados ácido e gás, eles dão uma resposta positiva.

8.3.5. Contabilidade de resultados

No estudo de 3 volumes de 100 ml, os resultados são avaliados qualitativamente e se forem detectados OKB e TKB em pelo menos um dos 3 volumes, é feita uma entrada no protocolo “encontrado em 100 ml”.

No estudo do método quantitativo, o número mais provável (NMP) de OKB e TKB é determinado conforme Tabela. 1.1 aplicações 1.

O resultado é relatado sem intervalo de confiança.

Em caso de resposta negativa à presença de TKB e TKB em todos os volumes investigados, é emitida uma conclusão no protocolo “não encontrado em 100 ml”.

8.4. Determinação de esporos de clostrídios redutores de sulfito

8.4.1. Definição do conceito de indicador

Clostrídios redutores de sulfito são microrganismos anaeróbios em forma de bastonetes formadores de esporos que reduzem o sulfito de sódio em ágar de sulfito de ferro a uma temperatura de (44 ± 1) ° C por (16-18) horas.

8.4.2. Princípio do método

O método baseia-se no cultivo de culturas em ágar sulfito de ferro em condições próximas ao anaeróbio e na contagem do número de colônias negras.

8.4.3. Fazendo análise

8.4.3.1. Uma amostra de 20 ml de água é aquecida em banho-maria em tubos de ensaio a uma temperatura de (75 ± 5)°C por 15 minutos para excluir formas vegetativas.

No estudo de água clorada, o aquecimento da amostra pode ser omitido.

De cada amostra de água potável, 20 ml são cultivados ou filtrados. Se necessário, selecione volumes para que não mais de 10-15 colônias cresçam nas culturas (em filtros). Nesse caso, eles são guiados pelos resultados de estudos anteriores.

A filtragem da água é realizada de acordo com os requisitos estabelecidos no parágrafo 7.

8.4.3.2. Determinação por filtração em tubos de ensaio

Antes da inoculação, os tubos com ágar sulfito de ferro preparados de acordo com 5.8 são derretidos em banho-maria (não ferver!). Durante a semeadura, o meio é mantido aquecido a (70-80) °C em banho-maria.

Após filtrar o volume determinado de água, o filtro de membrana é retirado com pinça flambada por duas bordas opostas e dobrado em forma de tubo é colocado em tubo de ensaio com ágar quente. O lado do filtro com bactérias instaladas está voltado para dentro. Neste caso, o filtro é endireitado e localizado ao longo da parede do tubo de ensaio.

Imediatamente após a inoculação, o tubo com ágar e filtro para criar condições anaeróbicas é rapidamente resfriado colocando-se em um recipiente com água fria. Cultive as colheitas a (44 ± I) ° C por (16-18) horas.

8.4.3.3. Determinação por filtração em placas de Petri

Placas de Petri com um diâmetro de (55-60) mm são preenchidas com uma fina camada de ágar sulfito de ferro. Após a filtração, coloque o filtro com a superfície do filtro para baixo no meio nutriente solidificado para que não haja bolhas de ar sob o filtro. Em seguida, despeje o ágar sulfito de ferro fundido até o topo do prato para que a tampa se encaixe perfeitamente no meio para criar condições anaeróbicas. Cultive as culturas a (44 ± 1) ° C por (16 - 1 8) horas.

8.4.3.4. Determinação por semeadura direta

Frascos de ágar sulfito de ferro e amostra de água são preparados conforme descrito em 8.4.3.1.

Adicione aos tubos de ensaio estéreis:

10 ml em 2 tubos de ensaio (pelo menos 30 ml de volume) ou

5 ml em 4 tubos de ensaio (15 ml cada).

As colheitas são despejadas com ágar sulfito de ferro quente em uma quantidade que excede o volume de água em 2 vezes. Despeje o meio ao longo da parede do tubo de ensaio, evitando a formação de bolhas de ar. Depois disso, o tubo é resfriado rapidamente, colocando-o em um recipiente de água fria para criar condições anaeróbicas. As inoculações são incubadas a (44 ± 1) °C durante (16-18) horas.

8.4.4. Contabilidade de resultados

Apenas as culturas onde são obtidas colónias isoladas estão sujeitas a contabilização quantitativa. As colônias pretas são contadas, cultivadas tanto em filtros quanto na espessura do meio nutriente.

O resultado da análise é expresso como o número de unidades formadoras de colônia (UFC) de esporos de clostrídios redutores de sulfito em 20 ml de água.

Se não houver crescimento de colônias pretas em todos os filtros, a resposta é “não encontrado em 20 ml de água”.

Se for impossível contar colônias devido ao crescimento confluente, o resultado é avaliado como qualitativo, observa o protocolo “encontrado em 20 ml”. Se necessário, para obter um resultado quantitativo, a análise é repetida.

8.5. Definição de colifagos

8.5.1. Definição do conceito de indicador

Os colifagos são vírus bacterianos capazes de lisar E. coli e formar-se a uma temperatura de (37 ± 1)°C após (18 ± 2) h zonas de lise bacteriana (placas) em ágar nutriente.

8.5.2. Método de titulação para a determinação de colifagos

8.5.2.1. Princípio do método

A determinação de colifagos em água potável consiste no acúmulo preliminar de colifagos no meio de enriquecimento da cultura de E. coli e posterior identificação de zonas de lise (iluminação) do gramado de E. coli em ágar nutriente.

8.5.2.2. Area de aplicação

O método destina-se ao monitoramento atual da qualidade da água potável.

8.5.2.3. Preparação da cultura de teste E. coli K12 StrR.

Em todas as etapas do estudo, é utilizada uma suspensão bacteriana preparada da seguinte forma: a cultura de E. coli é inoculada em um tubo de ensaio com ágar nutriente inclinado com estreptomicina (seção 5.3.5). Após (18 ± 2) horas de incubação a uma temperatura de (37 ± 1) ° C, lave as bactérias da articulação com 5 ml de soro fisiológico estéril (solução de NaCl 0,85%) e, de acordo com o padrão de turbidez, prepare uma suspensão de E. coli a uma concentração de 109 células bacterianas em 1 ml.

É permitido usar uma cultura de caldo de 4 horas de E. coli obtida por crescimento em um termostato a uma temperatura de 37°C. A concentração de 109 células bacterianas de E. coli está contida em 2 ml.

8.5.2.4. Conduzindo uma análise qualitativa

Adicione 10 ml de um caldo nutriente 10 vezes (preparado de acordo com a cláusula 5.2.2) e 1 ml de uma lavagem preparada da cultura de teste ou 2 ml de uma cultura de caldo de 4 horas (seção 8.5.2.3) na água de teste amostra com um volume de 100 ml.

Para controle de cultura, 0,1 ml de uma lavagem de E. coli (ou 0,2 ml de uma cultura de caldo de 4 horas) é colocado em uma placa de Petri e coberto com ágar nutriente.

A amostra de água de teste (100 ml) e a placa de Petri com controle de E. coli são colocadas em um termostato e incubadas a uma temperatura de (37 ± 1) °C por (18 ± 2) horas.

Após a incubação, 10 ml da amostra de água de teste são despejados em um tubo de ensaio e 1 ml de clorofórmio é adicionado.

O tubo é fechado com rolha de borracha ou silicone estéril, agitado vigorosamente para distribuir o clorofórmio uniformemente sobre o volume da amostra e deixado à temperatura ambiente por pelo menos 15 minutos até que o clorofórmio esteja completamente precipitado.

No ágar nutriente pré-derretido e resfriado a (45-49) °C, adicione o washout preparado de bactérias E. coli (cláusula 8.5.2.3) na taxa de 1,0 ml de washout (ou 2 ml de um caldo de 4 horas cultura) por 100 ml de ágar.

Transfira 1 ml da amostra tratada com clorofórmio (sem tocar no clorofórmio) para uma placa de Petri estéril com uma pipeta de um tubo de ensaio e encha-a com uma mistura de ágar nutriente derretido e resfriado a (45-49) ° C com um volume de (12-15) ml, bem como uma placa de Petrid adicional para culturas de controle de E. coli e agite suavemente para misturar uniformemente as amostras de água e ágar. Para solidificação completa, os copos são deixados na mesa em temperatura ambiente por 10 minutos. Após a solidificação, os copos são virados e colocados em um termostato por (18 ± 2) horas a 37°C.

Ao realizar uma série de amostras, um controle geral é colocado para toda a série.

Contabilidade de resultados

Veja as colheitas realizadas em luz transmitida.

A amostra é considerada positiva na presença de lise completa, clarificação de várias placas, uma placa na placa com uma amostra de água na ausência de zonas de lise na placa de controle.

O protocolo de análise observa: foram encontrados ou não colifagos em 100 ml de água (resultado qualitativo).

Se houver zonas de lise no controle de cultura, o resultado será considerado inválido.

8.5.2.5. Realizando Análise Quantitativa

Despeje a amostra de água investigada na quantidade de 100 ml em 6 volumes: 1 frasco de 50 ml e 5 tubos de ensaio de 10 ml. A 50 ml da amostra, adicione 5 ml de caldo nutriente dez vezes maior (de acordo com 5.2.2) e 0,5 ml de uma lavagem (ou 1 ml de uma cultura de caldo de 4 horas) de bactérias E. coli (cláusula 8.5.2.3) . Em cada 10 ml da amostra, adicione 1 ml de caldo nutriente dez vezes e 0,1 ml de uma lavagem (ou 0,2 ml de uma cultura de caldo de 4 horas) de bactérias E. coli.

Para controle de cultura, OD ml de lavagem de bactérias (ou 0,2 ml de cultura de caldo de 4 horas) de E. coli é colocado em uma placa de Petri e preenchido com ágar nutriente.

As colheitas são incubadas a uma temperatura de (37 ± 1) °C durante 18 ± 2 horas.

Após a incubação, despeje 10 ml de um volume de 50 ml em um tubo de ensaio. Adicione 1 ml de clorofórmio a todos os 6 volumes de teste. Feche os tubos de ensaio com rolhas de borracha estéril ou silicone, agite vigorosamente para distribuir o clorofórmio uniformemente sobre o volume da amostra e deixe à temperatura ambiente por pelo menos 15 minutos para precipitar o clorofórmio.

No ágar nutriente previamente derretido e resfriado a (45-49) °C, adicione o washout preparado de bactérias E. coli (seção 8.5.2.3) na taxa de 1,0 ml de washout (ou 2 ml de uma cultura de caldo de 4 horas ) por 100 ml de ágar . Despeje a mistura preparada em placas de Petri: 1 xícara para controlar a cultura de E. coli quanto à lisogenicidade e uma xícara para cada amostra de água em estudo. Com a análise simultânea de várias amostras de água, é colocado um controle da cultura de E. coli.

Após a solidificação do ágar, as placas destinadas à inoculação das amostras são divididas em 6 setores, rotulados de acordo com os volumes em estudo. Aplicar 1 gota de sobrenadante (sem clorofórmio) com pipeta Pasteur (micropipeta ou alça bacteriológica com traço longitudinal) em cada setor do tubo de ensaio correspondente.

Após a secagem das gotas, coloque os copos com as amostras de teste e o copo de controle em um termostato a (37 ± 1) °C por (18 ± 2) horas.

Contabilidade de resultados

Os resultados são vistos em luz transmitida.

A contabilidade é realizada pela presença de zonas de iluminação (lise) nos setores do gramado de E. coli.

Ao usar o método de semeadura por gotejamento com uma pipeta, uma zona de lise é formada na forma de um ponto arredondado ou placas individuais. Ao semear um curso longitudinal com um laço bacteriológico, a lise é observada ao longo do curso.

A amostra é considerada positiva se houver uma zona de lise em pelo menos um setor na ausência de zonas de lise na placa de controle.

A avaliação é realizada de acordo com a tabela do número mais provável (NMP) de unidades formadoras de placa (UFP) (Tabela 1.2). O protocolo de análise indica o número mais provável de colifagos em 100 ml de água e a faixa de flutuações possíveis: LF PFU (limite inferior - limite superior) de colifagos em 100 ml. O resultado é semiquantitativo.

Se houver zonas de lise na placa de controle, o resultado é considerado inválido.

8.5.3. Método direto para determinar colifagos

.1. Princípio do método

A determinação de colifagos em água potável consiste no estudo de um volume normalizado de água (100 ml) por inoculação direta e posterior registro de zonas de lise (placas) no gramado de E. coli em placas de Petri com ágar nutriente.

8.5.3.2. Domínio

O método direto de isolamento de colifagos da água é realizado em paralelo com o método de titulação em estudos de acordo com indicações epidêmicas.

8.5.3.3. Fazendo uma análise

Em ágar nutriente de dupla concentração (p. 5.3.2), derretido e resfriado a (45-49) ° C, adicione a lavagem de E. coli (p. 8.5.2.3) na taxa de 2,0 ml de lavagem (ou 4 ml de 4 horas de cultura em caldo) para cada 100 ml de ágar, misturar. Despeje os 100 ml de água investigados em tubos de ensaio grandes de 20 ml, aqueça a (35-44) ° C e imediatamente (não mais de 5 minutos após atingir a temperatura necessária) despeje em 5 placas de Petri e adicione imediatamente 20 ml a cada placa misturas de ágar com cultura de E. coli.

Para controlar a cultura de E. coli, adicione 20 ml de água da torneira estéril, pré-aquecida a (35-44) ° C, em uma placa de Petri, despeje 20 ml do ágar de E. coli preparado e misture delicadamente.

Agite o conteúdo dos copos suavemente e deixe em temperatura ambiente até solidificar. Colocar as placas com ágar congelado de cabeça para baixo em um termostato e incubar a uma temperatura de (37 ± 1) °C por (18 ± 2) horas.

Contabilidade de resultados

A visualização de culturas é realizada em luz transmitida.

A contabilização dos resultados é realizada contando e somando placas cultivadas em 5 placas de Petri. Os resultados são expressos em unidades formadoras de placa (PFU) por 100 ml de amostra de água. Não deve haver placas na placa de controle.

Na maioria das vezes, as zonas de lise parecem manchas transparentes no fundo do gramado de cultura de teste de ágar nutriente na forma de placas redondas isoladas (de 1 a 5-7) mm de diâmetro com bordas claramente definidas ou apagadas.

Em altas concentrações de fagos, um padrão diferente de lise é observado.

A fusão de colônias negativas dá um gramado “a céu aberto” de E. coli, o crescimento de colônias únicas de E. coli no contexto de lise contínua ou uma completa falta de crescimento no prato.

Com inoculação direta, a lise é possível, mascarada por ágar solidificado de forma não homogênea, bem como fechada pela microflora acompanhante. Gotas de condensado e ágar não homogêneo da inoculação direta podem levar à formação de artefatos no gramado de E. coli que se assemelham visualmente à lise.

A contabilização preliminar dos resultados pode ser realizada após (5-6) horas de incubação. Nesta fase, na presença de zonas claras de lise, pode ser dada uma resposta preliminar sobre a presença de colifagos na água.

O registro quantitativo final da inoculação direta é realizado após (18 ± 2) horas, sendo os resultados expressos em número de unidades formadoras de placa (UFP) por 100 ml de amostra de água.

Se o crescimento da placa confluente for observado e a contagem for difícil, um resultado qualitativo pode ser emitido de acordo com a semeadura direta: “encontrado em 100 ml de água”.

Se for obtido um resultado negativo ao trabalhar com o método direto, a resposta final é emitida de acordo com os resultados do método de titulação.

Se houver zonas de lise na placa de controle, o resultado do estudo é considerado inválido.

8.5.4. Configurando controles

8.5.4.1. Controle negativo

O controle negativo confirma a ausência de contaminação fágica de meios nutrientes, vidrarias de laboratório, equipamentos nas etapas de preparo e análise, e também permite avaliar a capacidade do teste de cultura E . coli para dar um gramado uniforme.

O controle negativo é o estudo da água de torneira estéril, realizado de forma semelhante à amostra de água analisada. Assim, ao analisar a água pelo método de titulação, 10 ml de água da torneira estéril são adicionados a um tubo de ensaio adicional. Ao analisar a água por inoculação direta, 20 ml de água da torneira estéril são adicionados a uma sexta placa de Petri adicional.

Culturas adicionais são examinadas para colifagos da mesma forma que as amostras principais.

Ao analisar uma série de amostras, pode haver um controle negativo para cada tipo de análise: titulação e direta. Neste caso, o controle negativo é encenado após o processamento de todas as amostras desta série.

Se forem encontradas placas de colifagos nas placas de controle negativo, os resultados do estudo de toda a série de amostras de água são inválidos.

É necessário verificar a esterilidade dos equipamentos de laboratório, utensílios, meios nutrientes e repetir a inoculação de controle para a pureza da cepa teste E. coli K12 F + StrR.

A frequência de controle negativo - 1 vez por dia.

8.5.4.2. Método para confirmar a natureza do fago da lise

Em casos duvidosos, ao trabalhar com métodos de titulação e diretos, é necessário realizar uma inoculação de controle para confirmar a natureza fágica da lise.

Para tanto, utiliza-se uma alça bacteriológica para retirar uma seção de ágar suspeita de colifagos, colocá-la em 5 ml de caldo nutriente, onde é adicionada uma gota de cultura teste de E. coli e incubada a 37°C por (16 -18) horas A cultura resultante é tratada com clorofórmio e examinada quanto à presença de fagos. A semeadura é realizada com uma alça ou pipeta em setores de ágar nutriente da mesma forma descrita no parágrafo 8.5.2.5. A lise em qualquer um dos setores é considerada como confirmação da presença do fago.

Água potável

A incompatibilidade da água, assim como a química, a torna intragável. Se a sua fonte de água não estiver protegida da exposição ambiental direta ou se os sistemas de utilidade estiverem desatualizados ou não forem limpos por um longo tempo, os testes microbiológicos são obrigatórios. Sua saúde e segurança dependem disso! Isto é especialmente importante para aqueles que usam o poço. - solo, entra em contato direto com o solo, o que significa que ameaça “beber” você com nitratos, metais pesados, amônia e, claro, substâncias orgânicas nocivas que entram no solo como resultado das atividades de fazendas ou terras agrícolas.

A Tabela 1 mostra os indicadores microbiológicos da norma atual SanPiN 2.1.4.1074-01 para água potável:

Tabela 1. Padrões microbiológicos para água potável

Análise microbiológica padrão

A análise microbiológica padrão da água potável na Universidade Estadual de Moscou inclui a determinação de três indicadores: o número microbiano total, o número de coliformes totais e bactérias coliformes termotolerantes.

Análise microbiológica avançada

Uma análise microbiológica estendida da água inclui a análise de cinco indicadores: contagem microbiana total, contagem total de bactérias coliformes, contagem de bactérias coliformes termotolerantes, título de colifagos e conteúdo de esporos de bactérias redutoras de sulfito.

Análise microbiológica de corpos d'água superficiais (lagoas, rios, piscinas)

Muitas vezes há corpos d'água em nossos locais ou nas proximidades, onde nós e nossos filhos gostamos de passar o tempo com prazer. É claro que a água nesses reservatórios não é potável, mas sua segurança para os seres humanos, assim como para consumo, é regulamentada. A Tabela 2 apresenta os indicadores microbiológicos da norma vigente de requisitos higiênicos para proteção de águas superficiais (SanPiN 2.1.5.980-00)

Tabela 2. Padrões microbiológicos para uso recreativo da água, bem como dentro dos limites de áreas povoadas

Análise microbiológica padrão (águas superficiais)

A análise microbiológica da água não potável inclui a determinação do número de dois indicadores: coliformes totais e bactérias termotolerantes coliformes.

Análise microbiológica avançada (águas superficiais):

Além dos dois principais indicadores, propomos realizar uma análise adicional para o conteúdo de: colifagos, leveduras oportunistas e micromicetes (satélites frequentes de doenças oportunistas) e o índice de autopurificação do reservatório.

Determinação de bactérias do gênero Salmonella e do gênero Enterococcus

Com excesso significativo dos padrões SanPiN 2.1.5.980-00, bem como possível contaminação fecal do reservatório, propomos analisar a presença de patógenos de infecções intestinais (gênero Salmonella e Enterococcus).

Glossário

Abundância Microbiana Total (TMC)

Bactérias coliformes comuns (TCB)

As bactérias coliformes comuns (CBC) são bastonetes gram-negativos, oxidase-negativos, não formadores de esporos que podem crescer em meios diferenciais de lactose, fermentar lactose em ácido, aldeído e gás a uma temperatura de (37 + 1) ° C por ( 24-48) horas. Muitos representantes desse grupo são microrganismos da microflora normal do estômago, portanto, o excesso desse grupo de microrganismos pode indicar uma possível poluição antropogênica (incluindo fecal) da água.

Bactérias coliformes termotolerantes (TCB)

As bactérias coliformes termotolerantes (TCB) estão entre as bactérias coliformes comuns, possuem todas as suas características e, além disso, são capazes de fermentar lactose em ácido, aldeído e gás a uma temperatura de (44 ± 0,5)°C por 24 horas. Assim como o OKB, eles são um grupo indicador, porém, são mais estáveis no meio ambiente: por isso a detecção desse grupo de microrganismos na água pode indicar uma contaminação inequívoca da mesma com dejetos humanos.

colifagos

Os colifagos, determinados pelo método padrão (MUK 4.2.1018-01), são vírus E. coli (Escherichia coli) e são considerados pelos epidemiologistas como um método adicional, e às vezes mais sensível, na determinação da poluição da água por microrganismos E. coli. Partículas de vírus, e colifagos em particular, são mais resistentes ao ambiente do que suas bactérias hospedeiras. A este respeito, a presença de colifagos pode servir como um marcador confiável de contaminação fecal mais antiga da fonte de água. Foi demonstrada uma correlação direta entre o conteúdo de colifagos na água e enterovírus perigosos para o homem, de modo que a presença de colifagos na água pode indicar uma infecção viral da fonte. O documento regulatório atual (SanPiN 2.1.4.1074-01) implica a ausência de colifagos em 100 ml de água.

Esporos de clostrídios redutores de sulfito

Clostrídios redutores de sulfito são microrganismos anaeróbios formadores de esporos em forma de bastonete, que são um indicador microbiológico adicional de poluição fecal de um reservatório. Ao contrário das bactérias coliformes relativamente instáveis e coliformes termotolerantes, os esporos de Clostridium podem persistir em corpos d'água por muito tempo. Os clostrídios são encontrados no intestino de humanos e animais domésticos, porém, se ingeridos com água em grande quantidade, podem causar intoxicação alimentar. Os clostrídios redutores de sulfito incluem clostridium perigoso para os seres humanos (Clostridium botulinum, Clostridium perfringens, Clostridium tetani), que causam doenças graves. De acordo com o padrão atual (SanPiN 2.1.4.1074-01), os esporos de Clostridia devem estar ausentes em 20 ml de água.

Leveduras oportunistas e micromicetes

Leveduras condicionalmente patogênicas e micromicetes (mofos) incluem um grande grupo heterogêneo de organismos fúngicos que podem crescer saprotroficamente a 37°C. Inclui representantes como Candida albicans e Cryptococcus neoformans, que são um fator frequente em doenças oportunistas humanas, causando candidíase (doenças fúngicas da pele), aftas e assim por diante. Outros organismos micromicetos (Cladosporium cladosporioides, Aspergillusniger) podem ser sensibilizadores ativos de reações alérgicas e, às vezes, os próprios alérgenos. Na Federação Russa, a água não é padronizada para fungos e leveduras na água.

Determinação do índice de autolimpeza (de MUK 4.2.1884-04)

O número total de microrganismos não é padronizado na água de reservatórios em áreas de recreação, pois o nível desse grupo de microrganismos depende em grande parte das características naturais de cada objeto, estação do ano, etc.

No entanto, ao escolher uma nova fonte de abastecimento de água ou um local de recreação na água dos reservatórios, é necessário determinar adicionalmente a população microbiana total, que cresce:

a uma temperatura de 37 ° C por 24 horas;
a 22°C por 72 horas.

É assumido que:

O TMP a 37 °C é representado principalmente pela microflora alóctone (introduzida no reservatório como resultado da poluição antropogênica, incluindo poluição fecal);
A TMP a 20-22 °C está representada, além da microflora alóctone, aborígene (natural, característica deste reservatório).

A proporção dos números desses grupos de microrganismos permite julgar a intensidade do processo de autopurificação. No final do processo de autolimpeza, o coeficiente OMC é de 22 ° C / OMC 37 ° C. Em locais de poluição por esgoto doméstico, os valores numéricos de ambos os grupos são próximos.

O indicador fornece informações adicionais sobre o estado sanitário dos corpos d'água, fontes de poluição e processos de autodepuração.

Portal para o aluno. Autotreinamento

Indicadores de qualidade da água potável dos sistemas de abastecimento de água.

Contagem microbiana total

Princípios de racionamento de água potável

Água potável

Análise microbiológica padrão

Análise microbiológica avançada

Análise microbiológica de corpos d'água superficiais (lagoas, rios, piscinas)

Análise microbiológica padrão (águas superficiais)

Análise microbiológica avançada (águas superficiais):

Determinação de bactérias do gênero Salmonella e do gênero Enterococcus

Glossário

Abundância Microbiana Total (TMC)

Bactérias coliformes comuns (TCB)

Bactérias coliformes termotolerantes (TCB)

colifagos

Esporos de clostrídios redutores de sulfito

Leveduras oportunistas e micromicetes

Determinação do índice de autolimpeza (de MUK 4.2.1884-04)

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